Применение органических флуорофоров в разработке систем доставки лекарственных средств на основе синтетических и природных полимеров

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Использование флуоресцентных меток представляет собой удобный метод исследования взаимодействия наночастиц с клетками живой материи. Многие исследования, доказывающие быстрое и эффективное поглощение наночастиц клетками, основаны на микроскопических наблюдениях за наночастицами, содержащими флуоресцентные маркеры. Такие методы позволяют изучать не только качественное, но и количественное изменение интенсивности флуоресценции при введении систем доставки в организм. Синтетические красители могут быть интегрированы в структуру полимера (полилактида или модифицированной гиалуроновой кислоты) в процессе получения наночастиц с флуоресцентным маркером, без образования новых химических связей между флуорофором и наночастицей. Однако отслеживание таких систем часто оказывается неэффективным из-за плохой растворимости и диффузии компонентов в биологической среде. Введение флуоресцентных меток с помощью химической модификации функциональных групп полимеров красителями представляется значительно более перспективной альтернативой, так как позволяет получать прочные конъюгаты, которые служат маркерами самой системы. Кроме того, ковалентное связывание флуорофора с полимером позволяет решить такие проблемы, как неточность локализации, связанной с высвобождением метки из наночастицы, и дальнейшее ее проникновение в нецелевые клетки и органеллы.

В данной работе представлен подробный критический обзор методов введения и используемых классов флуоресцентных маркеров для модификации полимеров, на основе молочной, гликолевой и гиалуроновой кислот, используемых для доставки лекарственных средств.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Д. Ю. Юрьев

Российский химико-технологический университет им. Д.И. Менделеева

Автор, ответственный за переписку.
Email: iurev.d.i@muctr.ru
Россия, 125047 Москва, Миусская пл. 9

С. В. Ткаченко

Российский химико-технологический университет им. Д.И. Менделеева

Email: iurev.d.i@muctr.ru
Россия, 125047 Москва, Миусская пл. 9

А. Г. Поливанова

Российский химико-технологический университет им. Д.И. Менделеева

Email: iurev.d.i@muctr.ru
Россия, 125047 Москва, Миусская пл. 9

Ю. К. Крыщенко

Российский химико-технологический университет им. Д.И. Менделеева

Email: iurev.d.i@muctr.ru
Россия, 125047 Москва, Миусская пл. 9

М. С. Ощепков

Российский химико-технологический университет им. Д.И. Менделеева

Email: iurev.d.i@muctr.ru
Россия, 125047 Москва, Миусская пл. 9

Список литературы

  1. Zhou J., Ren T.-B., Yuan L. // Chin. Chem. Lett. 2024. V. 123. P. 110644–110655. https://doi.org/10.1016/j.cclet.2024.110644
  2. Zhang M., Jin L., Zhu Y., Kou J., Liu B., Chen J., Zhong X., Wu X., Zhang J., Ren W. // Chin. Chem. Lett. 2024. V. 34. P.110772–110780. https://doi.org/10.1016/j.cclet.2024.110772
  3. Wu P., Zuo J., Han Z., Peng X., He Z., Yin W., Feng H., Zhu E., Rao Y., Qian Z. // Biosens. Bioelectron. 2025. V. 271. P. 117039–117050. https://doi.org/10.1016/j.bios.2024.117039
  4. Mei Y., Pan X., Pan J., Zhang M., Shen H. // J. Mol. Struct. 2022. V. 1248. P. 131358–131370. https://doi.org/10.1016/j.molstruc.2021.131358
  5. Oshchepkov M., Tkachenko S., Popov K., Semyonkin A., Yuriev D., Solovieva I., Melnikov P., Malinovskaya J.A., Oshchepkov A., 2024. V. 231. P. 112386– 112397. https://doi.org/10.1016/j.dyepig.2024.112386
  6. Li X. // ACS Nano. 2022. V. 16. P. 5778–5794. https://doi.org/10.1021/acsnano.1c10892
  7. Xie Q. // ACS Appl. Bio Mater. 2022. V. 5. P. 711–722. https://doi.org/10.1021/acsabm.1c01139
  8. Yue Y., Zhao T., Wang Y., Ma. K. // Chemical Science. 2022. V. 1. P. 218–224. https://doi.org/10.1039/D1SC05484H
  9. Patterson K.N., Romero-Reyes M.A., Heemstra J.M. // ACS Omega. 2022. V. 7. P. 33046–33053. https://doi.org/10.1021/acsomega.2c03085
  10. Sharick J.T., Atieh A.J., Gooch K.J., Leigh J.K. // J. Biomed. Material. 2023. V. 111. P. 389–403. https://doi.org/10.1002/jbm.a.37460
  11. Khan M.I. // ACS Appl. Bio Mater. 2022. V. 5. P. 971– 1012. https://doi.org/10.1021/acsabm.2c00002
  12. Liu R. // Chin. Chem. Lett. 2023. V. 34. P. 107518– 107530. https://doi.org/10.1016/j.cclet.2022.05.032
  13. Liu P., Chen G., Zhang J. // Molecules. 2022. V. 27. P. 1372–1385. https://doi.org/10.3390/molecules27041372
  14. Pardeshi S.R., Nikam A., Chandak P., Mandale V., Naik J.B. // Int. J. Polymer. Mat. Polymer. Biomat. 2023. V. 72. P. 49–78. https://doi.org/10.1080/00914037.2021.1985495
  15. Makalew B.A., Abrori S.A. // OpenNano. 2025. V. 21. P. 100225–100241. https://doi.org/10.1016/j.onano.2024.100225
  16. Hou R., Zeng J., Sun H. // Allergy Med. 2025. V. 3. P. 100028–10050. https://doi.org/10.1016/j.allmed.2024.100028
  17. Sun B., Li R., Ji N., Liu H., Wang H., Chen C., Bai L., Su J., Chen J. // Mater. Today Bio. 2025. V. 30. P. 101443–101457. https://doi.org/10.1016/j.mtbio.2025.101443
  18. Malinovskaya J. // Int. J. Mol. Sci. 2023. V. 24. P. 627–651. https://doi.org/10.3390/ijms24010627
  19. El-Hammadi M.M., Arias J.L. // Nanomaterials. 2022. V. 12. P. 354–370. https://doi.org/10.3390/nano12030354
  20. Zashikhina N. // Polymers. 2022. V. 14. P. 1677– 1690. https://doi.org/10.3390/polym14091677
  21. Zielińska A. // Molecules. 2020. V. 25. P. 3731–3746. https://doi.org/10.3390/molecules25163731
  22. Kaffashi B., Davoodi S., Oliaei E. // Int. J. Pharm. 2016. V. 508. P. 10–21. https://doi.org/10.1016/j.ijpharm.2016.05.009
  23. J. Bujdák. // Springer. 2017. P. 419–465
  24. Oshchepkov A. // Adv. Opt. Mater. 2021. V. 9. P. 2001913. https://doi.org/10.1002/adom.202001913
  25. Oshchepkov M. // Mendeleev Commun. 2020. V. 30. P. 747–749. https://doi.org/10.1016/j.mencom.2020.11.019
  26. Teska P.J., Qutaishat S. // Am. J. Infect. Control. 2014. V. 42. S46. https://doi.org/10.1016/j.ajic.2014.03.120
  27. Wang C. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2019. V. 116. P. 15817–15822. https://doi.org/10.1073/pnas.1905924116
  28. Lakowicz J.R. // Boston, MA: Springer US. 2006. P. 27–61.
  29. Robin M., O’Reilly R. // Polym. Int. 2014. V. 64. P. 174–182. https://doi.org/10.1002/pi.4842
  30. Mchedlov-Petrossyan N., Cheipesh T., Roshal A. // J. Physical Chem. 2019. V. 123. P. 88860–8870. https://doi.org/10.1021/acs.jpca.9b05812
  31. Russin T., Altinoglu E., Adair J. // J. Phys. Conden. Matter. 2010. V. 22. P. 334217–33429. https://doi.org/10.1088/0953-8984/22/33/334217
  32. Klehs K., Spahn C., Endesfelder U. // Chemphyschem. 2014. V. 15. P. 637–741. https://doi.org/10.1002/cphc.201300874
  33. Ulrich G., Ziessel R. // Angewandte Chem. Internat. Ed. 2008. V. 47. P. 1184–1201. https://doi.org/10.1002/anie.200702070
  34. Zhou Q., Zhou M., Wei Y. // Physical Chem. Chem. Physics. 2017. V. 2. P. 1516–1525. https://doi.org/10.1039/C6CP06897A
  35. Geng J. // Small Weinh. Bergstr. Ger. 2013. V. 9. P. 2012–2019. https://doi.org/10.1002/smll.201202505
  36. Li K., Qin W., Ding D. // Sci. Rep. 2013. V. 3. P. 115001164. https://doi.org/10.1038/srep01150
  37. Zheng Q., Lavis L.D. // Curr. Opin. Chem. Biol. 2017. V. 39. P. 32–38. https://doi.org/10.1016/j.cbpa.2017.04.017
  38. Berlier J. E., Rothe A., Buller G. // J. Histochem. Cytochem. 2003. V. 51. P. 1699–1712. https://doi.org/10.1177/002215540305101214
  39. Surya N., Bhattacharyya S. // Pharmacy & Pharmacol. 2021. V. 9. P. 334–345. https://doi.org/10.19163/2307-9266-2021-9-5-334-345
  40. Zambaux M.F. // J. Control. Release Off. J. Control. Release Soc. 1998. V. 50. P. 31–40. https://doi.org/10.1016/s0168-3659(97)00106-5
  41. Gentile P., Chiono V., Carmagnola I., Hatton P.V. // Int. J. Mol. Sci. 2014. V. 15. P. 3640–3659. https://doi.org/10.3390/ijms15033640
  42. Lü J.-M. // Exp. Rev. Mol. Diagn. 2009. V. 9. P. 325–341. https://doi.org/10.1586/erm.09.15
  43. Li S., Johnson J., Peck A., Xie Q. // J. Transl. Med. 2017. V. 15. P. 561–673. https://doi.org/10.1186/s12967-016-1115-2
  44. Palao-Suay R. // Acta Biomater. 2017. V. 57. P. 70– 84. https://doi.org/10.1016/j.actbio.2017.05.028
  45. Yuan A. // Biomaterials. 2015. V. 51. P. 184–193. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2015.01.069
  46. Xu P. // Mol. Pharm. 2009. V. 6. P. 190–201. https://doi.org/10.1021/mp800137z
  47. Freichels H., Danhier F., Préat V., Lecomte P., Jérôme C. // Int. J. Artif. Organs. 2011. V. 34. P. 152–160. https://doi.org/10.5301/ijao.2011.6420
  48. Bou S., Klymchenko A.S., Collot M. // Mater. Adv. 2021. V. 2. P. 3213–3233. https://doi.org/10.1039/D1MA00110H
  49. Mendoza G. // Nanoscale. 2018. V. 10. P. 2970–2982. https://doi.org/10.1039/C7NR07345C
  50. Reul R. // Polym. Chem. 2012. V. 3. P. 694–702. https://doi.org/10.1039/C2PY00520D
  51. Lin, W. // Int. J. Nanomedicine. 2021. V. 16. P. 2775– 2787. https://doi.org/10.2147/IJN.S301552
  52. Zhu W., Li H., Wan A., Liu L. // J. Fluoresc. 2017. V. 27. P. 287–292. https://doi.org/10.1007/s10895-016-1956-3
  53. Alwattar A. // Polym. Int. 2019. V. 68. P. 360–368. https://doi.org/10.1002/pi.5712
  54. Hohrenk L.L. // Anal. Chem. 2020. V. 92. P. 1898–1907. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.9b04095
  55. Thomsen T., Ayoub A.B., Psaltis D., Klok H.-A. // Biomacromolecules. 2021. V. 22. P. 190–200. https://doi.org/10.1021/acs.biomac.0c00969
  56. Choi K.Y., Saravanakumar G., Park J.H., Park K. // Colloids Surf. B Biointerfaces. 2012. V. 99. P. 82–94. https://doi.org/10.1016/j.colsurfb.2011.10.029
  57. Ossipov D.A. // Exp. Opin. Drug Deliv. 2010. V. 7. P. 681–703. https://doi.org/10.1517/17425241003730399
  58. Saravanakumar G. // J. Control. Release. 2009. V. 140. P. 210–217. https://doi.org/10.1016/j.jconrel.2009.06.015
  59. Sun P., Zhang Y., Shi L., Gan Z. // Macromol. Biosci. 2010. V. 10. P. 621–631. https://doi.org/10.1002/mabi.200900434
  60. Toole B.P. // Clin. Cancer Res. 2009. V. 15. P. 7462– 7468. https://doi.org/10.1158/1078-0432.CCR-09-0479
  61. Misra S. // FEBS J. 2011. V. 278. P. 1429–1443. https://doi.org/10.1111/j.1742-4658.2011.08071.x
  62. McBride W.H., Bard J.B. // J. Exp. Med. 1979. V. 149. P. 507–515. https://doi.org/10.1084/jem.149.2.507
  63. Cerroni B., Chiessi E., Margheritelli S., Oddo L., Paradossi G. // Biomacromolecules. 2011. V. 12. P. 593–601. https://doi.org/10.1084/jem.149.2.507
  64. Qhattal H.S.S., Liu X. // Mol. Pharm. 2011. V. 8. P. 1233–1246. https://doi.org/10.1021/mp2000428
  65. Achbergerová E. // Carbohydr. Polym. 2018. V. 198. P. 339–347. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2018.06.082
  66. Choi K.Y. // Biomaterials. 2010. V. 31. P. 106–114. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2009.09.030
  67. Kelkar S.S., Hill T.K., Marini F.C., Mohs A.M. // Acta Biomater. 2016. V. 36. P. 112–121. https://doi.org/10.1016/j.actbio.2016.03.024
  68. Cho H.-J. // Biomaterials. 2011. V. 32. P. 7181– 7190. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2011.06.028
  69. Zhao L. // J. Pharm. Biomed. Anal. 2009. V. 49. P. 989–996. https://doi.org/10.1016/j.jpba.2009.01.016
  70. Huang Y. // ACS Appl. Mater. Interfaces. 2015. V. 7. P. 21529–21537. https://doi.org/10.1021/acsami.5b06799
  71. Zhao X., Jia X., Liu L. // Biomacromolecules. 2016. V. 17. P. 1496–1505. https://doi.org/10.1021/acs.biomac.6b00102
  72. Li S., Zhang J., Deng C. // ACS Appl. Mater. Interfaces. 2016. V. 8. P. 21155–21162. https://doi.org/10.1021/acsami.6b05775
  73. Shi H. // J. Mater. Chem B. 2015. V. 4. P. 113–120. https://doi.org/10.1039/C5TB02041G
  74. Beldman T.J. // ACS Nano. 2017. V. 11. P. 5785–5799. https://doi.org/10.1021/acsnano.7b01385
  75. Wang H. // Talanta. 2017. V. 171. P. 8–15. https://doi.org/10.1016/j.talanta.2017.04.046
  76. Qi B. // Theranostics. 2020. V. 10. P. 3413–3429. https://doi.org/10.7150/thno.40688
  77. Lin C.-J. // Biomaterials. 2016. V. 90. P. 12–26. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2016.03.005
  78. Li K. // Biomaterials. 2015. V. 39. P. 131–144. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2014.10.073
  79. Quagliariello V. // Mater. Sci. Eng. C. 2021. V. 131. P. 112475. https://doi.org/10.1016/j.msec.2021.112475
  80. Yan K., Feng Y., Gao K., Shi X. // J. Colloid Interface Sci. Academic Press. 2022. V. 606. P. 1586–1596. https://doi.org/10.1016/j.jcis.2021.08.129
  81. Zheng Z., Long X., Chen H. // Sec. Nanobiotechnology. 2022. V. 9. P. 151–160. https://doi.org/10.3389/fmolb.2022.845179

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Сополимеризация PLGA методом раскрытия цикла.

Скачать (75KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Структурные формулы соединений, упоминаемых в обзоре.

Скачать (430KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Ковалентная модификация PLGA производными 1,8-нафталимида.

Скачать (135KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Конфокальная визуализация клеток 4T1 после инкубации с наночастицами PLGA-III. (а) – Совмещенное изображение; (б) – наночастицы PLGA-III; (в) – лизосомы, окрашенные LysoTracker Red DND-99.

Скачать (629KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Способы ковалентной модификации структуры ГК флуоресцентными маркерами.

Скачать (165KB)
Метаданные
7. Рис. 6. (а) – Процесс конъюгации ГК с 5β-холановой кислотой и красителем Cy5.5 (Cy5.5 ГК); (б) – процесс конъюгации гидрофобизированной 5β-холановой кислотой ГК с красителем Су7.5.

Скачать (658KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Модификация ГК церамидом.

Скачать (552KB)
Метаданные
9. Рис. 8. Схема синтеза коньюгата ГК с флуоресцентным полимером (PFEP).

Скачать (241KB)
Метаданные
10. Рис. 9. Схема модификации фолиевой кислоты и флуоресцентного маркера этилендиамином, и введение их в состав ГК.

Скачать (376KB)
Метаданные
11. Рис. 10. Схема модификации ГК для доставки цитохрома С.

Скачать (265KB)
Метаданные
12. Рис. 11. Схема синтеза ГК, содержащей дийодстирол-BODIPY.

Скачать (215KB)
Метаданные
13. Рис. 12. Модифицированние ГК холановой кислотой (CA).

Скачать (262KB)
Метаданные
14. Рис. 13. Схема синтеза ГК, модифицированной циклодекстрином (CD) и амантадин-модифицированными агентами (Gd–DOTA и цианиновый краситель Cy7).

Скачать (404KB)
Метаданные
15. Рис. 14. Схема синтеза ГК, модифицированной олеиновой кислотой и ципатом.

Скачать (584KB)
Метаданные
16. Рис. 15. Схема синтеза конъюгатов ГК c флуоресцентными красителями Су7.5 и IRDye800.

Скачать (538KB)
Метаданные
17. Рис. 16. Схема синтеза наночастиц ГК с пептидом и доксорубицином.

Скачать (515KB)
Метаданные
18. Рис. 17. Получение борированного флуоресцентно меченного производного ГК для контролируемой доставки кверцетина.

Скачать (553KB)
Метаданные
19. Рис. 18. Получение глутатион-чувствительного флуоресцентно меченного производного ГК.

Скачать (291KB)
Метаданные
20. Рис. 19. (а) – Общая схема получения глутатион-чувствительных флуоресцентных наночастиц на основе производных гиалуроновой кислоты, красителя Су5.5 и рифампицина для диагностики и лечения туберкулеза. (б) – УФ-индуцированная клик-реакция между производными гиалуроновой кислоты в ходе формирования композитных наночастиц.

Скачать (319KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025