Характеристика биологической активности и оценка экзогенных метаболитов цианобактерии “Anabaena” SP. IPPAS B-2020

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Культура цианобактерий “Anabaena” sp. выделена из аллювиальных луговых почв юга России и депонирована в коллекции культур микроводорослей и цианобактерий IPPAS Института физиологии растений им. К.А. Тимирязева РАН под номером IPPAS B-2020. Филогенетический анализ показал, что изучаемый штамм относится к кладе, объединяющей роды Sphaerospermopsis, Amphiheterocytum, Raphidiopsis, Wollea и Neowollea, но не может быть в настоящее время отнесен ни к одному из них. Изучена фитотоксичность, фунгицидная и антиоксидантная активности штамма. Культура оказалась нетоксична. Водно-спиртовой экстракт и биомасса “Anabaena” sp. IPPAS B-2020 полностью подавляли рост микромицетов Fusarium culmorum, Fusarium graminearum, Fusarium sporotrichioides с максимальным диаметром зоны ингибирования 2.5 см. Выраженной антиоксидантной активностью обладал водный экстракт цианобактерий “Anabaena” sp. IPPAS B-2020 ‒ 39.3%. В составе метаболитов “Anabaena” sp. IPPAS B-2020 обнаружены органические кислоты (изолимонная, молочная, уксусная), терпены, алканы, спирты и другие низкомолекулярные органические соединения. Культура “Anabaena” sp. IPPAS B-2020 представляет интерес для биотехнологии как продуцент таких важных биологически активных соединений, как трибутилфосфат, D-лимонен, сквален, α-пинен.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Ю. В. Батаева

Государственный научный центр прикладной микробиологии и биотехнологии Роспотребнадзора

Автор, ответственный за переписку.
Email: aveatab@mail.ru
Россия, 142279, Оболенск

М. А. Синетова

Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева РАН

Email: aveatab@mail.ru
Россия, 127276, Москва

Е. А. Курашов

Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина РАН

Email: aveatab@mail.ru
Россия, 152742, Ярославская область, Некоузский район, сп. Борок

Ю. В. Крылова

Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина РАН

Email: aveatab@mail.ru
Россия, 152742, Ярославская область, Некоузский район, сп. Борок

Л. В. Коломбет

Государственный научный центр прикладной микробиологии и биотехнологии Роспотребнадзора

Email: aveatab@mail.ru
Россия, 142279, Оболенск

Л. Н. Григорян

Астраханский государственный университет им В.Н. Татищева

Email: aveatab@mail.ru
Россия, 414056, Астрахань

Список литературы

  1. Андреюк Е. И., Коптева Ж. Л., Занина В. В. Цианобактерии. Киев: Наукова думка, 1990. 159 с.
  2. Астафьева О. В., Жаркова З. В., Генатуллина Г. Н. Исследование фенольных соединений и антиоксидантной активности экстрактов соцветий Tagetespatulal // Вестник новых медицинских технологий. Электронное издание. 2021. Т. 15. № 4. С. 116‒120.
  3. Батаева Ю. В. Особенности микробных комплексов аридной зоны в условиях агро- и техногенеза и их биотехнологическая значимость. Автореферат дис. … докт. биол. наук, 24.03.2023. Оболенск: ГНЦ прикладной микробиологии и биотехнологии, 2022. 48 с.
  4. Батаева Ю. В., Григорян Л. Н., Яковлева Л. В., Магзанова Д. К., Баймухамбетова А. С., Андреева М. Д. Особенности развития томатов при инокуляции циано-бактериальными сообществами // АгроЭкоИнфо. 2020. № 2 (40). С. 15.
  5. Батаева Ю. В., Григорян Л. Н. Оценка фитостимулирующих свойств цианобактерий Anabaena constricta IPPAS B-2020 в микроделяночном опыте // Вестник Башкирского государственного педагогического университета им. М. Акмуллы. 2022. № S2 (63). С. 139‒142.
  6. Батаева Ю. В., Курашов Е. А., Крылова Ю. В. Хромато-масс-спектрометрическое исследование экзогенных метаболитов альго-бактериальных сообществ в накопительной культуре // Вода: Химия и экология. 2014. № 9 (75). С. 59‒68.
  7. Батаева Ю. В., Магзанова Д. К., Григорян Л. Н. Возделывание хлопчатника с применением цианобактерий для биологизации агросистем // Экологические системы и приборы. 2022. № 11. С. 18‒25. https://doi.org/10.25791/esip.11.2022.1331
  8. Бессолицына Е. А. Биология цианобактерий. Киров: ФГБОУ ВПО “ВятГУ”, 2012. 51 с.
  9. Гайсина Л. А., Фазлутдинова А. И., Кабиров Р. Р. Современные методы выделения и культивировани○имия. 2001. Т. 27. С. 130‒140.
  10. Домрачева Л. И., Ковина А. Л., Кондакова Л. В., Ашихмина Т. Я. Цианобактериальные симбиозы и возможность их практического использования (обзор) // Теоретическая и прикладная экология. 2021. № 3. С. 21‒30. https://doi.org/10.25750/1995-4301-2021-3-021-030
  11. Домрачева Л. И., Широких И. Г., Фокина А. И. Антифузариозное действие цианобактерий и актиномицетов в почве и ризосфере // Микология и фитопатология. 2009. Т. 43. С. 157‒165.
  12. Кирпенко Н. И., Курашов Е. А., Крылова Ю. В. Экзогенные метаболитные комплексы двух синезеленых водорослей в моно- и смешанных культурах // Пресноводная гидробиология. 2010. № 2 (43). С. 241‒244.
  13. Крылова Ю. В., Курашов Е. А., Русанов А. Г. Сравнительный анализ компонентного состава низкомолекулярного метаболома горца земноводного (Persicaria amphibia (L.) Delarbre) из разнотипных местообитаний в Ладожском озере // Труды Карельского научного центра РАН. 2020. № 4. С. 95–114. https://doi.org/10.17076/lim1141
  14. Кудашева Э. Ю., Борисевич И. В., Иванов В. Б., Климов В. И., Корнилова О. Г., Лебединская Е. В., Бунятян Н. Д. Современные технологические подходы к обеспечению вирусной безопасности препаратов иммуноглобулинов человека // Успехи современного естествознания. 2015. № 5. С. 132‒138.
  15. Курашов Е. А., Крылова Ю. В., Митрукова Г. Г. Компонентный состав летучих низкомолекулярных органических веществ Ceratophyllum demersum L. во время плодоношения // Вода: Химия и экология. 2012. № 6. С. 107‒116.
  16. Лютикова М. Н. Изучение состава биологически активных компонентов дикорастущих ягод Vaccinium vitis-idaea, Oxycoccus palustris в зависимости от степени их зрелости и условий хранения. Автореферат дис. … канд. хим. наук, 25.06.13. Черноголовка: Институт физиологически активных веществ РАН, 2013. 25 с.
  17. МУК 4.2.1890-04. Определение чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам. Методические указания. М.: Федеральная служба по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека, 2004. 94 с.
  18. Панкратова Е. М. Становление функциональных особенностей цианобактерий на путях их сопряженной эволюции с биосферой // Теоретическая и прикладная экология. 2010. № 3. С. 4–11.
  19. Панкратова Е. М., Трефилова Л. В., Зяблых Р. Ю., Устюжанин И. А. Цианобактерия Nostoc paludosum Kutz как основа для создания агрономически полезных микробных ассоциаций на примере бактерий рода Rhizobium // Микробиология. 2008. Т. 77. № 2. С. 266‒272.
  20. Pankratova E. M., Trefilova L. V., Zyablykh R. Yu., Ustyuzhanin I. A. Cyanobacterium Nostoc paludosum Kütz as a basis for creation of agriculturally useful microbial associations by the example of bacteria of the genus Rhizobium // Microbiology (Moscow). 2008. V. 77. P. 228‒234.
  21. Патент РФ. 2019. № 2734987. Средство для стимуляции роста бобовых, масличных и овощных культур и угнетения сорных растений в агроценозах.
  22. Патент РФ. 2017. № 2634387. Способ стимуляции роста и развития растений, повышения урожайности и защиты от фитопатогенных грибов в аридной зоне.
  23. Пиневич А. В., Аверина С. Г. На краю радуги: длинноволновые хлорофиллы и фотосинтетическая адаптация цианобактерий к дальнему красному свету // Микробиология. 2022. Т. 91. С. 666–684. https://doi.org/10.31857/S0026365622600444
  24. Pinevich A. V., Averina S. G. On the edge of the rainbow: red-shifted chlorophylls and far-red light photoadaptation in cyanobacteria // Microbiology (Moscow). 2022. V. 91. P. 631‒648. https://doi.org/10.1134/S0026261722602019
  25. Темралеева А. Д., Кривина Е. С., Букин Ю. С. Современные подходы к изучению водорослей: ДНК-баркодинг и ДНК-таксономия // Вопросы современной альгологии. 2021. № 2 (26). С. 124‒130. https://doi.org/10.33624/2311-0147-2021-2(26)-124-130
  26. Трефилова Л. В. Использование цианобактерий в агробиотехнологии. Автореферат дис. … канд. биол. наук, 24.12.2008. Саратов: Ин-т биохимии и физиологии растений и микроорганизмов, 2008. 26 с.
  27. Трефилова Л. В., Патрушева М. Н. Эффективность использования цианоризобиального консорциума при выращивании гороха посевного // Теоретическая и прикладная экология. 2009. № 3. С. 67–75.
  28. Хасанов В. В., Рыжова Г. Л., Мальцева Е. В. Методы исследования антиоксидантов // Химия растительного сырья. 2004. № 3. С. 63‒75.
  29. Цавкелова Е. А. Структурно-функциональные особенности микробных сообществ эпифитных орхидей: биоразнообразие, роль и биотехнологическая значимость ассоциативных микроорганизмов. Автореферат дис. … докт. биол. наук, 18.05.2021. М.: Московский государственный университет им. М. В. Ломоносова, 2021. 46 с.
  30. Aguilera A., Berrendero Gómez E., Kaštovský J., Echenique R. O., Salerno G. L. The polyphasic analysis of two native Raphidiopsis isolates supports the unification of the genera Raphidiopsis and Cylindrospermopsis (Nostocales, Cyanobacteria) // Phycologia. 2018. V. 57. Р. 130‒146. https://doi.org/10.2216/17-2.1
  31. Allenspach M., Steuer C. α-Pinene: a never-ending story // Phytochemistry. 2021. V. 190. Art. 12857.
  32. Apostol T. V., Chifiriuc M. C., Draghici C., Socea L. I., Marutescu L. G., Olaru O. T., Nitulescu G. M., Pahontu E. M., Saramet G., Barbuceanu S. F. Synthesis, in silico and in vitro evaluation of antimicrobial and toxicity features of new 4-[(4-chlorophenyl)sulfonyl]benzoic acid derivatives // Molecules. 2021. V. 26. Art. 5107. https://doi.org/10.3390/molecules26165107
  33. Bataeva Y. V., Dzerzhinskaya I. S., Yakovleva L. V. Сomposition of phototrophs in different soil types of Аstrakhan oblast // Euras. Soil. Sci. 2017. V. 50. Р. 943‒951. https://doi.org/10.1134/s1064229317080026
  34. Bataeva Yu.V., Satkalieva M. S., Antonova S. V., Sinetova M. A., Kozlova A. Yu., Astafyeva O. V., Baimuhambetova A. S. Study of antioxidant activity and composition of cyanobacteria metabolites by TLC, HPTLC, and HPLC for the search of environmentally safe cleaning agents // Rus. J. Gen. Chem. 2018. V. 88. P. 2898‒2902. https://doi.org/10.1134/S107036321813011X
  35. Burja A. M., Banaigs B., Abou-Mansour E., Burgess J. G., Wright P. C. Marine cyanobacteria – a prolific source of natural products // Tetrahedron. 2001. V. 57. Р. 9347–9377.
  36. Costa M. D.S., Rocha J. E., Campina F. F., Silva A. R.P., Da Cruz R. P., Pereira R. L.S., Quintans-Junior L.J., Coutinho H. D.M. Comparative analysis of the antibacterial and drug-modulatory effect of D-limonene alone and complexed with β-cyclodextrin // Eur. J. Pharm. Sci. 2019. V. 128. Р. 158‒161. https://doi.org/10.1016/j.ejps.2018.11.036
  37. Dabravolski S. A., Isayenkov S. V. Metabolites facilitating adaptation of desert cyanobacteria to extremely arid environments // Plants. 2022. V. 11. Art. 3225. https://doi.org/10.3390/ plants11233225
  38. Duval C., Thomazeau S., Drelin Y., Yepremian C., Bouvy M., Couloux A., Troussellier M., Rousseau F., Bernard C. Phylogeny and salt-tolerance of freshwater Nostocales strains: contribution to their systematics and evolution // Harmful Algae. 2018. V. 73. Р. 58‒71. https://doi.org/10.1016/j.hal.2018.01.008
  39. Eden P. A., Schmidt T. M., Blakemore R. P., Pace N. R. Phylogenetic analysis of Aquaspirillum magnetotacticum using polymerase chain reaction-amplified 16S rRNA-specific DNA // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 1991. V. 41. P. 324‒325. https://doi.org/10.1099/00207713-41-2-324
  40. Fadl-Allah E.M., El-komy H.M., Al-Harbi N.A., Sholkamy E. N. In vitro creation of artificial nitrogen fixing cyanobacterium (Nostoc muscorum) association with wheat // African J. Microbiol. Res. 2011. V. 5. P. 302–310.
  41. Ferrari P. F., Palmieri D., Casazza A. A., Aliakbarian B., Perego P., Palombo D. TNFα-induced endothelial activation is counteracted by polyphenol extract from UV-stressed cyanobacterium Arthrospira platensis // Med. Chem. Res. 2015. V. 24. Р. 275–282.
  42. Goldwhite H. Short summary of the career of the German organic chemist, Hermann Kolbe // New Haven Section Bull. Am. Chem. Soc. J. 2003. V. 20. Р. 203–218.
  43. Hirsch A. M. Hormonal regulation in plant-microbe symbioses (symposium remarks) // Biology of Plant-Microbe Interactions. 2004. V. 4. P. 389–390.
  44. Iteman I., Rippka R., Marsac N. T., Herdman M. Comparison of conserved structural and regulatory domains within divergent 16S rRNA–23S rRNA spacer sequences of cyanobacteria // Microbiology (Reading). 2000. V. 146. P. 1275–1286. https://doi.org/10.1099/00221287-146-6-1275
  45. Gerwick W. H., Coates R. C., Engene N., Gerwick L., Grindberg R. V., Jones A. C., Sorrels C. M. Giant marine cyanobacteria produce exciting potential pharmaceuticals // Microbe. 2008. V. 3. Р. 277–284.
  46. Kajiyma S., Kanzaki H., Kawazu K., Kobayashi A. Nostofungicide, an atifungal lipopeptide from the fieldgrown terrestrial bluegreen alga Nostoc commune // Tetrahedron Lett. 1998. V. 39. P. 3737‒3740.
  47. Kaštovský J., Gomez E. B., Hladil J., Johansen J. R. Cyanocohniella calida gen. et sp. nov. (Cyanobacteria: Aphanizomenonaceae) a new cyanobacterium from the thermal springs from Karlovy Vary, Czech Republic // Phytotaxa. 2014. V. 181. Р. 279‒292. https://doi.org/10.11646/phytotaxa.181.5.3
  48. Komárek J., Kaštovský J., Mareš J., Johansen J. R. Taxonomic classification of cyanoprokaryotes (cyanobacterial genera) 2014, using a polyphasic approach // Preslia. 2014. V. 86. Р. 295–335.
  49. Komárek J. Süßwasserflora von Mitteleuropa, Bd. 19/3: Cyanoprokaryota 3. Teil/3rd part: Heterocytous Genera // Süßwasserflora von Mitteleuropa. Spektrum Academischer Verlag: Heidelberg, 2013. 1131 p.
  50. Kozlíková-Zapomělová E., Chatchawan T., Kaštovský J., Komárek J. Phylogenetic and taxonomic position of the genus Wollea with the description of Wollea salina sp. nov. (Cyanobacteria, Nostocales) // Fottea. 2016. V. 16. Р. 43–55. https://doi.org/10.5507/fot.2015.026
  51. Kurashov E. A., Krylova J. V., Mitrukova G. G., Aleshina D. G., Bataeva Y. V., Astafyeva O. V. Low-molecular weight metabolites in Spirodela polyrhiza (L.) Scheiden from Northwest Russia in the middle of the growing season // Ponte. 2016. V. 72. P. 10‒22. https://doi.org/10.21506/j.ponte.2016.10.2
  52. Kumar J., Parihar P., Singh R., Singh V. P., Prasad S. M. UVB induces biomass production and nonenzymatic antioxidant compounds in three cyanobacteria // J. Appl. Phycol. 2016. V. 28. Р. 131–140.
  53. Kumar S., Stecher G., Li M., Knyaz C., Tamura K. MEGA X: Molecular Evolutionary Genetics Analysis across computing platforms // Mol. Biol. Evol. 2018. V. 35. P. 1547‒1549.
  54. Lacap-Bugler D.C., Lee K. K., Archer S., Gillman L. N., Lau M. C.Y., Leuzinger S., Lee C. K., Maki T., McKay C.P., Perrott J. K., de los Rios-Murillo A., Warren-Rhodes K.A., Hopkins D. W., Pointing S. B. Global diversity of desert hypolithic cyanobacteria // Front. Microbiol. 2017. V. 8. Art. 867. https://doi.org/10.3389/fmicb.2017.00867
  55. Lamb G. D., Stephenson D. G. Point: Counterpoint: Lactic acid accumulation is an advantage disadvantage during muscle activity // J. Appl. Physiology. 2006. V. 100. С. 1410‒1412.
  56. Lorenzi A. S., Bonatelli M. L., Varani A. M., Quecine M. C., Bittencourt-Oliveira M.D.C. Draft genome sequence of the cyanobacterium Sphaerospermopsis aphanizomenoides BCCUSP55 from the Brazilian semiarid region reveals potential for anti-cancer applications // Arch. Microbiol. 2022. V. 204. Р. 1‒7. https://doi.org/10.1007/s00203-021-02602-1
  57. Macias F. A., Galindo J. L.G., Garcia-Diaz M.D., Galindo J. C.G. Allelopathic agents from aquatic ecosystems: potential biopesticides models // Phytochem. Rev. 2008. V. 7. P. 155‒178.
  58. Mironov K. S., Los D. A. RNA Isolation from Synechocystis // Bio-protocol. 2015. V. 5. Art. e1428. https://doi.org/10.21769/BioProtoc.1428
  59. Molyneux P., Peterson D., Peterson N., Stecher G., Nei M., Kumar S. The use of the stable free radical diphenilpicrylhydrazyl (DPPH) for estimating antioxidant activity // J. Sci. Technol. 2004. V. 26. Р. 211‒219.
  60. Nübel U., Garcia-Pichel F., Muyzer G. PCR primers to amplify 16S rRNA genes from cyanobacteria // Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63. Р. 3327‒3332.
  61. Popa I., Băbeanu N., Niță S., Popa O. Squalene ‒ natural resources and applications // Farmacia. 2014. V. 62. Р. 840‒862.
  62. Prasanna R., Jaiswal P., Shrikrishna J., Joshi M., Nain L., Rana A., Shivay Y. S. Evaluating the potential of rhizo-cyanobacteria as inoculants for rice and wheat // J. Agricult. Technol. 2012. V. 8. P. 157–171.
  63. Ramamurthy V. D., Raveendran S., Thirumeni S., Krishnaveni S. Antimicrobial activity of heterocytic Cyanobacteria // Int. J. Adv. Life Sci. 2012. V. 1. P. 32–39.
  64. Samadi N., Manayi A., Vazirian M., Samadi M., Zeinalzadeh Z., Saghari Z., Abadian N., Mozaffarian V. O., Khanavi M. Chemical composition and antimicrobial activity of the essential oil of Anthemis altissima L. var. altissima // Nat. Prod. Res. 2012. V. 26. V. 20. P. 1931‒1934.
  65. Singh R., Parihar P., Singh M., Bajguz A., Kumar J., Singh S., Singh V. P., Prasad S. M. Uncovering potential applications of cyanobacteria and algal metabolites in biology, agriculture and medicine: current status and future prospects // Front. Microbiol. 2017. V. 8. Art. 515. https://doi.org/10.3389/fmicb.2017.00515.
  66. Sivonen K., Jones G. Cyanobacterial toxins // Toxic cyanobacteria in water – a guide to their public health consequences, monitoring and management / Eds. Chorus I., Bartram J. London: E. and F. N. Spon, 1999. P. 41–111.
  67. Strunecký O., Ivanova A. P., Mareš J. An updated classification of cyanobacterial orders and families based on phylogenomic and polyphasic analysis // J. Phycol. 2023. V. 59. Р. 12‒51. https://doi.org/10.1111/jpy.13304
  68. Takeuchi M., Kawai F., Shimada Y., Yokota A. Taxonomic study of polyethylene glycol-utilizing bacteria: emended description of the genus Sphingomonas and new descriptions of Sphingomonas macrogoltabidus sp. nov., Sphingomonas sanguis sp. nov. and Sphingomonas terrae sp. nov. // Syst. Appl. Microbiol. 1993. V. 16. P. 227–238. https://doi.org/10.1016/s0723-2020(11)80473-x
  69. Tawong W., Pongcharoen P., Pongpadung P., Ponza S. Neowollea manoromense gen. & sp. nov. (Nostocales, Cyanobacteria), a novel geosmin producer isolated from Thailand // Phytotaxa. 2019. V. 424. Р. 1‒17. https://doi.org/10.11646/phytotaxa.424.1.1
  70. Verma S., Thapa S., Siddiqui N, Chakdar H. Cyanobacterial secondary metabolites towards improved commercial significance through multiomics approaches // World J. Microbiol. Biotechnol. 2022. V. 38. Art. 100. https://doi.org/10.1007/s11274-022-03285-6
  71. Wang H., Halary S., Duval C., Bernard C., Troussellier M., Beniddir M. A., Brunel J.-M., Castaldi A., Caudal F., Golléty C., Martin C., Bourguet-Kondracki M.-L., Duperron S. Diversity, metabolome profiling and bioactivities of benthic filamentous cyanobacteria isolated from coastal mangroves of Mayotte // Front. Mar. Sci. 2023. V. 10. Art. 1201594. https://doi.org/10.3389/fmars.2023.1201594
  72. Willey J. M., Gaskell A. A. Morphogenetic signaling molecules of the streptomycetes // Chem. Rev. 2011. V. 111. Р. 174 – 187.
  73. Xuan T. D., Chung M., Khanh T. D., Tawata S. Identification of phytotoxic substances from early growth of barnyard grass (Echinochloa crusgalli) root exudates // J. Chem. Ecol. 2006. V. 32. P. 895‒906.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Дополнительные материалы
Скачать (79KB)
Метаданные
3. Рис. 1. Трихомы “Anabaena” sp. IPPAS B-2020 в световом микроскопе: а ‒ общий вид трихомов, окруженных окрашенным экзополисахаридным матрикосом; б, в ‒ трихомы с интеркалярными гетероцистами и закругленными коническими концевыми клетками; трихом с клетками, содержащими газовые вакуоли, и развивающейся гетероцистой; зрелые гетероцисты отмечены звездочками; г ‒ стрелки указывают на газовые вакуоли. Масштабная линейка: а, б – 10 мкм; в, г – 20 мкм.

Скачать (33KB)
Метаданные
4. Рис. 2. Филогенетическое дерево, построенное на основании сравнения нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК (1036 п.н.) представителей сем. Aphanizomenonaceae, пор. Nostocales. Дерево построено методом максимального правдоподобия (Maximum Likelihood, ML) с указанием значений поддержки бутстрепа при данном анализе и при анализе методом присоединения соседей (Neighbor Joining, NJ) как ML/NJ. Показаны только значения >60%. Последовательность исследуемого штамма выделена жирным шрифтом. Последовательности, принадлежащие одному роду, объединены в кластеры, обозначенные названием соответствуещего рода, в скобках указано количество последовательностей в таком кластере. Звездочкой отмечен кластер, образованный штаммами, которые относятся к типовому виду рода Anabaena, A. oscillarioides Bory ex Bornet and Flahault, согласно Kozlíková-Zapomělová et al. (2016).

Скачать (2MB)
Метаданные
5. Рис. 3. Влияние цианобактерии “Anabaena” sp. IPPAS B-2020 на рост микромицетов: а ‒ F. graminearum – с водно-спиртовым экстрактом; б ‒ F. culmorum ‒ с водно-спиртовым экстрактом; в ‒ F. culmorum – с сырой биомассой. Подписи на чашках: А ‒ “Anabaena” sp. IPPAS B-2020; Ф – фракция; 2 и 21 – номера культур цианобактерий, взятые для сравнения.

Скачать (26KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024