Опсины и их тестирование в гетерологических экспрессионных системах

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Светочувствительные белки являются потенциальными оптогенетическими инструментами для восстановления зрительных функций при дегенерации фоторецепторов в сетчатке. Детальное исследование их свойств в гетерологических экспрессионных системах является необходимым этапом, предшествующим экспериментам на животных. Рассматриваются особенности опсинов и факторы, влияющие на их активность в модельных клеточных системах. Особое внимание уделяется опсинам, сопряженным с G-белками, как перспективным инструментам для воссоздания сигнальных каскадных механизмов ON-биполярных клеток сетчатки. Анализируются светоуправляемые сигнальные пути, активируемые натуральными или химерными опсинами, открывающие калиевые каналы внутреннего выпрямления (GIRKs), а также возможная модуляция внутриклеточной сигнализации, опосредованная G-белками. Показано, что сравнение характеристик световой стимуляции (спектральный диапазон, интенсивность, длительность, частота) с полученными фотобиологическими ответами клеток (амплитуда канальных токов, кинетика активации и деактивации каналов) в тестовой экспрессионной гетерологической системе позволяет отбирать лучших кандидатов среди светочувствительных белков, перспективных в генной терапии.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Ю. А. Чилигина

Институт эволюционной физиологии и биохимии им. И.М. Сеченова РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: julchil@mail.ru
Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Долгих Д.А., Малышев А.Ю., Саложин С.В. Анионный канальный родопсин, экспрессированный в культуре нейронов и in vivo в мозге мыши: светоиндуцированное подавление генерации потенциалов действия // ДАН. 2015. Т. 465 (6). С. 737–740.
  2. Карпушев А.В., Чилигина Ю.А. Электрофизиологическое тестирование активации G-белок-зависимого сигнального каскада светочувствительными химерными рецепторами // Мат. III Всерос. науч. конф. с междунар. уч. “Оптогенетика+ 2023” (СПб., 6–8 апреля 2023 г.). СПб.: ИЭФБ, 2023. С. 48–49.
  3. Кирпичников М.П., Островский М.А. Оптогенетика и зрение // Вестн. РАН. 2019. Т. 89 (2). С. 125–30.
  4. Колесов Д.В., Соколинская Е.Л., Лукьянов К.А., Богданов А.М. Молекулярные инструменты направленного контроля электрической активности нервных клеток. Ч. I // Acta Naturae. 2021. Т. 13 (3). С. 52–64.
  5. Островский М.А. Молекулярная физиология зрительного пигмента родопсина: актуальные направления // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 2020. Т. 106 (4). С. 401–420.
  6. Петровская Л.Е., Рощин М.В., Смирнова Г.Р. и др. Бицистронная генетическая конструкция для оптогенетического протезирования рецептивного поля ганглиозной клетки дегенеративной сетчатки // ДАН. 2019. Т. 486. С. 258–261.
  7. Airan R.D., Thompson K.R., Fenno L.E. et al. Temporally precise in vivo control of intracellular signaling // Lett. Nat. 2009. V. 458. P. 1025–1029.
  8. Arshavsky V., Burns M. Current understanding of signal amplification in phototransduction // Cell. Logist. 2014. V. 4 (2). P. e28680. https://doi.org/10.4161/cl.29390
  9. Bailes H., Lucas R. Human melanopsin forms a pigment maximally sensitive to blue light (λmax ≈ 479 nm) supporting activation of Gq/11 and Gi/o signalling cascades // Proc. Biol. Sci. 2013. V. 280. P. 20122987. http://doi.org/10.1098/rspb.2012.2987
  10. Baker C., Flannery J. Innovative optogenetic strategies for vision restoration // Front. Cell. Neurosci. 2018. V. 12. P. 316. https://doi.org/10.3389/fncel.2018.00316
  11. Ballister E.R., Rodgers J., Martial F., Lucas R.J. A live cell assay of GPCR coupling allows identification of optogenetic tools for controlling Go and Gi signaling // BMC Biol. 2018. V. 16. P. 10. https://doi.org/10.1186/s12915-017-0475-2
  12. Berry M.H., Holt A., Salari A. et al. Restoration of high-sensitivity and adapting vision with a cone opsin // Nat. Com. 2019. V. 10. P. 1221. https://doi.org/10.1038/s41467-019-09124-x
  13. Bi A., Cui J., Ma Yu-P. et al. Ectopic expression of a microbial-type rhodopsin restores visual responses in mice with photoreceptor degeneration // Neuron. 2006. V. 50. P. 23–33. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2006.02.026
  14. Bird A.C. Clinical investigation of retinitis pigmentosa // Aust. N. Z. J. Ophthalmol. 1988. V. 16. P. 189–198.
  15. Blasic J.R.Jr., Brown L.R., Robinson Ph.R. Light-dependent phosphorylation of the carboxy tail of mouse melanopsin // Cell. Mol. Life Sci. 2012. V. 69 (9). P. 1551–1562. https://doi.org/10.1007/s00018-011-0891-3
  16. Boyden E., Zhang F., Bamberg E. et al. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity // Nat. Neurosci. 2005. V. 8. P. 1263–1268. http://dx.doi.org/10.1038/nn1525
  17. Bünemann M., Bucheler M.M., Philipp M. et al. Activation and deactivation kinetics of alpha 2A- and alpha 2C-adrenergic receptor-activated G protein-activated inwardly rectifying K+ channel currents // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 47512–47517. https://doi.org/10.1074/jbc.m108652200
  18. Cehajic-Kapetanovic J., Eleftheriou C., Allen A.E. et al. Restoration of vision with ectopic expression of human rod opsin // Curr. Biol. 2015. V. 25. P. 2111–2122. https://doi.org/10.1016%2Fj.cub.2015.07.029
  19. Covington H.E., Lobo M.K., Maze I. et al. Antidepressant effect of optogenetic stimulation of the medial prefrontal cortex // J. Neurosci. 2010. V. 30 (48). P. 16082–16090. https://doi.org/10.1523%2FJNEUROSCI.1731-10.2010
  20. Deisseroth K., Feng G., Majewska A. et al. Next-generation optical technologies for illuminating genetically targeted brain circuits // J. Neurosci. 2006. V. 26 (41). P. 10380–10386. https://doi.org/10.1523/jneurosci.3863-06.2006
  21. Deisseroth K. Optogenetics // Nat. Methods. 2011. V. 8 (1). P. 26–29. https://doi.org/10.1038/nmeth.f.324
  22. Deisseroth K. Optogenetics: 10 years of microbial opsins in neuroscience // Nat. Neurosci. 2015. V. 8 (9). P. 1213–1225. https://doi.org/10.1038/nn.4091
  23. Dhingra A., Vardi N. “mGlu receptors in the retina” — WIREs membrane transport and signaling // Wiley Interdiscip. Rev. Membr. Transp. Signal. 2012. V. 1 (5). P. 641–653. https://doi.org/10.1002/wmts.43
  24. Doroudchi M., Greenberg K., Liu J. et al. Virally delivered channelrhodopsin-2 safely and effectively restores visual function in multiple mouse models of blindness // Mol. Ther. 2011. V. 19. P. 1220–1229. https://doi.org/10.1038/mt.2011.69
  25. Firsov M.L. Perspective for the optogenetic prosthetization of the retina // Neurosci. Behav. Physi. 2019. V. 49. P. 192–198. https://doi.org/10.1007/s11055-019-00714-2
  26. Flock T., Hauser A., Lund N. et al. Selectivity determinants of GPCR-G-protein binding // Nature. 2017. V. 545 (7654). P. 317–322. https://doi.org/10.1038/nature22070
  27. Ganjawala T.H., Lu Q., Fenner M.D. et al. Improved CoChR variants restore visual acuity and contrast sensitivity in a mouse model of blindness under ambient light conditions // Mol. Ther. 2019. V. 27 (6). P. 1195–1205. https://doi.org/10.1016/j.ymthe.2019.04.002
  28. Gaub B.M., Berry M.H., Holt A.E. et al. Restoration of visual function by expression of a light-gated mammalian ion channel in retinal ganglion cells or ON-bipolar cells // PNAS USA. 2014. V. 111 (51). P. E5574–83.
  29. Govorunova E.G., Sineshchekov O.A., Janz R. et al. Natural light-gated anion channels: a family of microbial rhodopsins for advanced optogenetics // Science. 2015. V. 349 (6248). P. 647–650. https://doi.org/10.1126/science.aaa7484
  30. Graham F.L., Russell W.C., Smiley J. et al. Characteristics of a human cell line transformed by DNA from human adenovirus type 5 // J. Gen. Virol. 1977. V. 36. P. 59–72. https://doi.org/10.1099/0022-1317-36-1-59
  31. Guido M.E., Marchese N.A., Rios M.N. et al. Non-visual opsins and novel photo-detectors in the vertebrate inner retina mediate light responses within the blue spectrum region // Cell. Mol. Neurobiol. 2022. V. 42 (1). P. 59–83. https://doi.org/10.1007/s10571-020-00997-x
  32. Hofmann K.P., Lamb T.D. Rhodopsin, light-sensor of vision // Prog. Retin. Eye Res. 2022. V. 93. P. 101116. http://dx.doi.org/10.1016/j.preteyeres.2022.101116
  33. Hommers L.G., Lohse M.J., Bünemann M. Regulation of the inward rectifying properties of G-protein-activated inwardly rectifying K+ (GIRK) channels by Gβγ subunits // J. Biol. Chem. 2003. V. 278 (2). P. 1037–1043. https://doi.org/10.1074/jbc.m205325200
  34. Kato M., Sugiyama T., Sakai K. et al. Two opsin 3-related proteins in the chicken retina and brain: a TMT-type opsin 3 is a blue-light sensor in retinal horizontal cells, hypothalamus, and cerebellum // PLoS One. 2016. V. 11 (11). P. e0163925. https://doi.org/10.1371%2Fjournal.pone.0163925
  35. Kim J.-M., Hwa J., Garriga P. Light-driven activation of beta 2-adrenergic receptor signaling by a chimeric rhodopsin containing the beta 2-adrenergic receptor cytoplasmic loops // Biochemistry. 2005. V. 44. P. 2284–2292. https://doi.org/10.1021/bi048328i
  36. Kim C.K., Adhikari A., Deisseroth K. Integration of optogenetics with complementary methodologies in systems neuroscience // Nat. Rev. Neurosci. 2017. V. 18 (4). P. 222–235. https://doi.org/10.1038/nrn.2017.15
  37. Kleinlogel S. Optogenetic user’s guide to opto-GPCRs // Front. Biosci. 2016. V. 21. P. 794–805. https://doi.org/10.2741/4421
  38. Koyanagi M., Terakita A. Diversity of animal opsin-based pigments and their optogenetic potential // Biochim. Biophys. Acta. 2014. V. 1837. P. 710–716. http://dx.doi.org/10.1016/j.bbabio.2013.09.003
  39. Kralik J., Wyk M., Stocker N., Kleinlogel S. Bipolar cell targeted optogenetic gene therapy restores parallel retinal signaling and high-level vision in the degenerated retina // Comm. Biol. 2022. V. 5. P. 1116. https://doi.org/10.1038/s42003-022-04016-1
  40. Lagali P., Balya D., Awatramani G. et al. Light-activated channels targeted to ON bipolar cells restore visual function in retinal degeneration // Nat. Neurosci. 2008. V. 11. P. 667–675. https://doi.org/10.1038/nn.2117
  41. Lamb T.D. Photoreceptor physiology and evolution: cellular and molecular basis of rod and cone phototransduction // J. Physiol. 2022. V. 600 (21). P. 4585–4601.
  42. Law S., Yasuda K., Bell G., Reisine T. Gi alpha 3 and G(o) alpha selectively associate with the cloned somatostatin receptor subtype SSTR2 // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. P. 10721–10727.
  43. Lei Q., Jones M.B., Talley E.M. et al. Activation and inhibition of G protein coupled inwardly rectifying potassium (Kir3) channels by G protein βγ subunits // PNAS USA. 2000. V. 97. P. 9771—9776. https://doi.org/10.1073%2Fpnas.97.17.9771
  44. Leemann S., Kleinlogel S. Functional optimization of light-activatable opto-GPCRs: illuminating the importance of the proximal C-terminus in G-protein specificity // Front. Cell Dev. Biol. 2023. V. 11. P. 1053022. https://doi.org/10.3389/fcell.2023.1053022
  45. Levitz J., Pantoja C., Gaub B. et al. Optical control of metabotropic glutamate receptors // Nat. Neurosci. 2013. V. 16. P. 507–516. https://doi.org/10.1038/nn.3346
  46. Lin J.Y., Lin M.Z., Steinbach P., Tsien R.Y. Characterization of engineered channelrhodopsin variants with improved properties and kinetics // Biophys. J. 2009. V. 96 (5). P. 1803–1814. https://doi.org/10.1016%2Fj.bpj.2008.11.034
  47. Lin J.Y. A user’s guide to channelrhodopsin variants: features, limitations and future developments // Exp. Physiol. 2011. V. 96. P. 19–25. https://doi.org/10.1113%2Fexpphysiol.2009.051961
  48. Mathes T. Natural resources for optogenetic tools // Optogenetics / Ed. A. Kianianmomeni. N.Y.: Springer, 2016. P. 19–36.
  49. Masseck O., Spoida K. Dalkara D. et al. Vertebrate cone opsins enable sustained and highly sensitive rapid control of Gi/o signaling in anxiety circuitry // Neuron. 2014. V. 81. P. 1263–1273. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2014.01.041
  50. Masuho I., Ostrovskaya O., Kramer G. Distinct profiles of functional discrimination among G proteins determine the actions of G protein-coupled receptors // Sci. Signal. 2015. V. 8 (405). P. ra123. https://doi.org/10.1126/scisignal.aab4068
  51. Milligan G., Kostenis E. Heterotrimeric G-proteins: a short history // Br. J. Pharmacol. 2006. V. 147 (1). P. S46–S55. https://doi.org/10.1038/sj.bjp.0706405
  52. Nagata T., Koyanagi M., Lucas R., Terakita A. An all-trans-retinal-binding opsin peropsin as a potential dark-active and light-inactivated G protein-coupled receptor // Sci. Rep. 2018. V. 8 (3535). P. 1–7. https://doi.org/10.1038/s41598-018-21946-1
  53. Nagel G., Mockel B., Buldt G., Bamberg E. Functional expression of bacteriorhodopsin in oocytes allows direct measurement of voltage dependence of light induced H+ pumping // FEBS Lett. 1995. V. 377. P. 263–266. https://doi.org/10.1016/0014-5793(95)01356-3
  54. Nagel G., Ollig D., Fuhrmann M. et al. Channelrhodopsin-1: a light-gated proton channel in green algae // Science. 2002. V. 296 (5577). P. 2395–2398. https://doi.org/10.1126/science.1072068
  55. Nagel G., Szellas T., Huhn W. et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel // PNAS USA. 2003. V. 100 (24). P. 940–945. https://doi.org/10.1073/pnas.1936192100
  56. Neves S.R., Ram P.T., Iyengar R. G-protein pathways // Science. 2002. V. 296 (5573). P. 1636–1639. https://doi.org/10.1126/science.1071550
  57. Oh E., Maejima T., Liu C. et al. Substitution of 5-HT1A receptor signaling by a light-activated G protein-coupled receptor // J. Biol. Chem. 2010. V. 285 (40). P. 30825–30836. https://doi.org/10.1074/jbc.m110.147298
  58. Pugh E.N., Lamb T.D. Phototransduction in vertebrate rods and cones: molecular mechanisms of amplification, recovery and light adaptation. Ch. 5 // Handbook of biological physics / Eds D.G. Stavenga, W.J. DeGrip, E.N. Pugh Jr. North-Holland, 2000. V. 3. P. 183–255.
  59. Riggsbee C.W., Deiters A. Recent advances in the photochemical control of protein function // Trends Biotechnol. 2010. V. 28 (9). P. 468–475. https://doi.org/10.1016/j.tibtech.2010.06.001
  60. Rosenbaum D.M., Rasmussen S.G., Kobilka B.K. The structure and function of G-protein-coupled receptors // Nature. 2009. V. 459 (7245). P. 356–363. https://doi.org/10.1038/nature08144
  61. Rost B.R., Schneider-Warme F., Schmitz D., Hegemann P. Optogenetic tools for subcellular applications in neuroscience // Neuron. 2017. V. 96 (3). P. 572–603. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2017.09.047
  62. Sahel J.-A., Boulanger-Scemama E., Pagot Ch. et al. Partial recovery of visual function in a blind patient after optogenetic therapy // Nat. Med. 2021. V. 27. P. 1223–1229. https://doi.org/10.1038/s41591-021-01351-4
  63. Skylar M.S., Bruchas M.R. Optogenetic approaches for dissecting neuromodulation and GPCR signaling in neural circuits // Curr. Opin. Pharmacol. 2017. V. 32. P. 56–70. https://doi.org/10.1016/j.coph.2016.11.001
  64. Spoida K. Melanopsin variants as intrinsic optogenetic on and off switches for transient versus sustained activation of G protein pathways // Curr. Biol. 2016. V. 26. P. 1206–1212. https://doi.org/10.1016/j.cub.2016.03.007
  65. Stenkamp R.E., Filipek S., Driessen C.A. et al. Crystal structure of rhodopsin: a template for cone visual pigments and other G protein-coupled receptors // Biochim. Biophys. Acta. 2002. V. 1565 (2). P. 168–182. https://doi.org/10.1016/S0005-2736(02)00567-9
  66. Terakita A. The opsins // Genome Biol. 2005. V. 6 (3). P. 213. https://doi.org/10.1186/gb-2005-6-3-213
  67. Tian L., Kammermeier P.J. G protein coupling profile of mGluR6 and expression of G alpha proteins in retinal ON bipolar cells // Vis. Neurosci. 2006. V. 23 (6). P. 909–916. https://doi.org/10.1017/s0952523806230268
  68. Thomas P., Smart T.G. HEK293 cell line: a vehicle for the expression of recombinant proteins // J. Pharmacol. Toxicol. Meth. 2005. V. 51. P. 187—200. http://dx.doi.org/10.1016/j.vascn.2004.08.014
  69. Tomita H., Sugano E., Murayama N. et al. Restoration of the majority of the visual spectrum by using modified Volvox channelrhodopsin-1 // Mol. Ther. 2014. V. 22. P. 1434–1440. https://doi.org/10.1038/mt.2014.81
  70. Tye K.M., Deisseroth K. Optogenetic investigation of neural circuits underlying brain disease in animal models // Nat. Rev. Neurosci. 2012. V. 13 (4). P. 251–266. https://doi.org/10.1038/nrn3171
  71. Watanabe Y., Sugano E., Tabata К. et al. Development of an optogenetic gene sensitive to daylight and its implications in vision restoration // Regen. Med. 2021. V. 6 (1). P. 64. https://doi.org/10.1038/s41536-021-00177-5
  72. Wert K., Lin J.H., Tsang S.H. General pathophysiology in retinal degeneration // Dev. Ophtalmol. 2014. V. 53. P. 33–43. https://doi.org/10.1159%2F000357294
  73. Wu K., Kulbay M., Toameh D et al. Retinitis pigmentosa: novel therapeutic targets and drug development // Pharmaceutics. 2023. V. 15 (2). P. 685. https://doi.org/10.3390/pharmaceutics15020685
  74. Wyk M., Kleinlogel S.A. A visual opsin from jellyfish enables precise temporal control of G protein signaling // Nat. Comm. 2023. V. 14 (1). P. 2450. https://doi.org/10.21203/rs.3.rs-1723578/v1
  75. Wyk M., Pielecka-Fortuna J., Löwel S., Kleinlogel S. Restoring the on switch in blind retinas: opto-mGluR6, a next-generation, cell tailored optogenetic tool // PLoS Biol. 2015. V. 13 (5). P. e1002143. https://doi.org/10.1371/journal.pbio.1002143
  76. Xu Y., Orlandi C., Cao Y. et al. The TRPM1 channel in ON-bipolar cells is gated by both the α and the βγ subunits of the G-protein Go // Sci. Rep. 2016. V. 6. P. 20940.
  77. Yizhar O., Fenno L.E., Prigge M. et al. Neocortical excitation/inhibition balance in information processing and social dysfunction // Nature. 2011. V. 477. P. 172–178. https://doi.org/10.1038/nature10360

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Схема каскада фототрансдукции в палочке. (а) активация рецептора на свету. В результате поглощения фотона возникает активация рецептора и передача сигнала от активированного рецептора (родопсина) к трансдуцину, в результате каскада реакций происходит закрытие неселективных катионных цГМФ-зависимых каналов. (б) деактивация рецептора. Возвращение родопсина в темновое состояние в результате последовательных взаимодействий: рековерин–родопсинкиназа, родопсинкиназа–активированный рецептор, аррестин–фосфорилированный метародопсин, блокирование рецептора. (в) выключение фосфодиэстеразы. Белок RGS9-1 связывается с комплексом Gt*—ФДЭ-6, в результате происходит диссоциация комплекса. R — родопсин, R* — активированный родопсин, Gt — трансдуцин, Gt* — активированный трансдуцин, ГДФ — гуанозиндифосфат, ГТФ — гуанозинтрифосфат, ФДЭ-6 — фосфодиэстераза-6, цГМФ — циклический гуанозинмонофосфат, ГМФ — гуанозинмонофосфат, ГЦ — гуанилатциклаза, рек — рековерин, РК — родопсинкиназа, Ар — аррестин, R*-Ф — фосфорилированный метародопсин.

Скачать (532KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Схема активации TRPM1-канала в ON-биполярных клетках. Обозначения: Glu — глутамат, mGluR6 — метаботропный рецептор mGluR6 ON-биполярных клеток, TRPM1 – канал переходного рецепторного потенциала подсемейства M, ГДФ — гуанозиндифосфат, ГТФ — гуанозинтрифосфат, NT — N-конец, CT — С-конец.

Скачать (224KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024