Functional role of genes in ROH sites in Czech Golden chickens

Cover Page

Cite item

Full Text

Abstract

Modern technologies make it possible to identify homozygous chromosome regions that have arisen as a result of animal selection. The article presents the results obtained in the genotyping of chickens using the Illumina Chicken 60KSNP iSelect Bead Chip. For the first time, a genome-wide analysis of the extended homozygous SNP sequences (ROH) was performed in the genome of Czech Golden hens. The average number of ROH segments in the chicken genome was 143 ± 8. ROH segments are usually randomly distributed in chicken chromosomes. It has been proposed to prohibit the use of heterozygous SNPs in ROH segments to prevent overestimation of ROH data. The average inbreeding coefficient in chickens calculated from ROH data was 0.34 ± 0.03. ROH islands were found on chromosomes 2, 3, 9 and 22. They contain genes associated with immunity, degradation of neurons, Fabricius bursa weight, obesity, feather pigmentation, and regulation of hit-shock genes. In the Czech Golden chicken breed, selection and the associated inbreeding have therefore influenced the genes involved in several biological processes.

Full Text

Одомашнивание кур сопровождалось селекцией, способствующей выведению большого разнообразия пород, которые отличаются по генотипу и фенотипу. Следовательно, кур можно считать идеальной моделью для генетических исследований о влиянии селекции на инбридинг и выявление генов, находящихся в районах, затронутых инбридингом. Инбридинг приводит к образованию протяженных гомозиготных последовательностей SNPs (ROH) в хромосомах животных. С появлением современных технологий (чипы, позволяющие обнаружить однонуклеотидный полиморфизм (SNP) в геноме животных) стало возможным идентифицировать в хромосомах ROH сегменты. Предложено несколько вариантов программного обеспечения сканирования генома животных для выявления ROH сегментов. [16] Такие исследования проведены у многих видов сельскохозяйственных животных. [14] На практике используют два подхода для сканирования генома – последовательное и заданной рамкой. Для обнаружения ROH у кур породы Чешская Золотистая (ЧЗ) мы применяли метод последовательного сканирования генома, так как он позволяет идентифицировать больше ROH сегментов. В результате продолжительного интенсивного инбридинга формируются ROH островки, в которых одни и те же ROH последовательности встречаются у многих животных. Анализ генов, расположенных в ROH островках, может свидетельствовать о функциональном направлении селекции породы кур.

Цель работы – изучить функции генов в ROH островках у кур породы Чешская Золотистая.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

В исследовании использовали 16 куриц породы Чешская Золотистая (ЧЗ), случайно отобранных из популяции, находящейся в генетической коллекции редких и исчезающих пород (ВНИИ генетики сельскохозяйственных животных, Санкт-Петербург). Порода ЧЗ была завезена в Россию из Чехии в 1977 году. Легкая, активная и подвижная птица с оперением цвета куропатки и грифельными ногами, относится к яичному типу. Яйценоскость за 52…56 недель жизни – 150…170 яиц. Масса яйца после 52 недели – 55…56 г. Живая масса курицы – 1,4…1,6 кг, петуха – 2,0…2,3 кг.

Куры были генотипированы чипом Illumina Chicken 60KSNP iSelect Bead Chip. Работали только с аутосомами. Контроль качества генотипирования осуществляли с помощью программного обеспечения PLINK 1.9. [15] На первом этапе были удалены SNPs с показателем качества (QS) менее 0,7, затем в SNPs данных оставили не более 5% негенотипированных SNPs, также удалили SNPs с минорной частотой аллелей (MAF) < 0,01. В результате проведения контроля качества было получено 53780 SNPs.

ROH сканирование генома кур осуществлено программой detectRUNS со следующими параметрами: последовательные прогоны по аутосомам выполняли с 20 SNP; минимальный размер ROH сегментов – 250 т.п.н.; максимальное расстояние между ROH сегментами – 1 Мб. [1] Программа позволяет выявлять ROH островки. При их обнаружении гетерозиготные SNP в ROH сегментах были запрещены. В ROH островках идентичные ROH сегменты встречались у 90% кур.

Ранг хромосом вычисляли по формуле:

Ранг хромосомыi=количество ROH в хромосоме (i)сумма всех ROHдлина хромосомы (i)сумма длин 28 хромосом.

По данным ROH рассчитывали коэффициент инбридинга:

FROH = LROH / Lгеном,

где LROH – суммарная длина сегментов ROH в геноме каждой курицы; Lгеном – совокупная длина аутосом курицы покрытых SNPs.

Гены, расположенные в ROH островках, были идентифицированы из браузера Ensembl BioMart. [4] Данные транскрипционной активности – TPM в тканях курицы получали в программе GalBase. [7] Транскрипты на миллион (TPM) – метод нормализации РНК последовательностей, свидетельствующий об интенсивности транскрипции гена. Функции генов определяли из статей в PubMed (https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/) и Google Академия (https://scholar.google.com/).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

По данным ROH сканирования генома кур было выявлено среднее количество 143 ± 8ROH сегментов на курицу при условии запрета в них гетерозиготных SNP (табл. 1). Если допускался один гетерозиготный SNP, то среднее количество ROH сегментов увеличивалось до 181 ± 8, если два, то –232 ± 8. Допущение даже одного гетерозиготного SNP в ROH сегментах приводит к достоверному увеличению среднего количества ROH. Такой результат может привести к переоценке данных, так как в случае допущения гетерозиготных SNPs объединяются короткие (250…500 т.п.н.) гомозиготные ROH сегменты, которые не всегда аутозиготные. Среднее значение количества ROH сегментов (143 ± 8) для кур породы Чешская Золотистая значительно превышает этот показатель у других пород сохраняемых в коллекции ВНИИГРЖ – Амрокс (18,9 ± 1,5), Брама палевая (36,6 ± 2,1), Корниш белый (40,4 ± 1,1), Леггорн светло-коричневый (47,5 ± 2,3), Пушкинская (68,3 ± 2,0), Суссекс светлый (23,1 ± 1,5). [5] Увеличенное количество ROH сегментов, обнаруженное у кур породы Чешская Золотистая, приводит к большому коэффициенту инбридинга.

 

Таблица 1. Количество ROH сегментов в зависимости от числа разрешенных гетерозиготных SNP в ROH

Значение ROH*

Гетерозиготные SNP запрещены

Разрешен один

гетерозиготный SNP

Разрешено два

гетерозиготных SNP

Среднее

143 ± 8

181 ± 8

232 ± 8

Максимальное

202

246

289

Минимальное

88

118

170

Примечание. * – число кур 16.

 

В таблице 2 представлены данные о количестве ROH сегментов, находящихся в разных классах длин. При допущении даже одного гетерозиготного SNP в ROH сегментах значительно увеличивается количество ROH сегментов в самом коротком классе длин– 0,25…2,0 м.п.н. Таким образом, такое допущение может привести к появлению в данных не аутозиготных ROH сегментов, то есть не обусловленных селекцией ROH.

 

Таблица 2. Количество ROH сегментов в пяти классах длин у 16 кур породы ЧЗ

Класс длин (м.п.н.)

Гетерозиготный SNP в ROH сегментах запрещен

Разрешен один гетерозиготный SNP в ROH сегментах

0,25...2,0

1667

2264

2...4

357

357

4...8

178

178

8...16

67

76

>16

24

27

 

На рисунке представлено распределение кур в зависимости от соотношения суммарной длины ROH сегментов к их количеству. Наблюдается различие (более чем в два раза) как по суммарной длине, так и количеству ROH сегментов в хромосомах. По этим показателям паттерна ROH сегментов только шесть кур (центральная область рисунка) имеют близкие значения.

 

Распределение кур по соотношению суммарной длины и количеству ROH сегментов

 

Ранг хромосомы, вычисленный как отношение доли ROH сегментов в хромосоме к доле длины хромосомы в геноме, представлен в таблице 3. Он свидетельствует о плотности заполнения хромосомы ROH сегментами. В основном микрохромосомы (с номером < 10) более других заполнены ROH сегментами. Частота рекомбинации в микрохромосомах в 2,8 раза больше, чем в макрохромосомах. [12] В хромосоме 16 с наименьшей плотностью заполнения ROH сегментами расположены гены ответственные за иммунитет, включая комплекс гистосовместимости. [13] Аллели этих генов имеют тенденцию к гетерозиготности. Возможно, это объясняет наименьшее число ROH сегментов в хромосоме.

 

Таблица 3. Ранг хромосом у кур породы ЧЗ

Хромосома

25

23

22

27

26

17

20

28

11

19

Ранг

0,874

0,853

0,823

0,739

0,667

0,643

0,625

0,601

0,590

0,511

Хромосома

24

18

21

12

10

15

7

6

9

14

Ранг

0,504

0,460

0,425

0,414

0,406

0,397

0,385

0,369

0,350

0,349

Хромосома

8

13

1

2

4

3

5

16

  

Ранг

0,341

0,317

0,292

0,266

0,265

0,260

0,260

0,110

  

 

Коэффициент корреляции между долей количества ROH сегментов в хромосоме от их общего числа в 28 хромосомах и долей длины хромосомы от их суммарной длины характеризует тип заполнения хромосом ROH сегментами. Рассчитанная корреляция по Пирсону составляет 0,99 (Р = 8,8Е-23), Спирмену – 0,94 (Р = 2,0Е-7). Такие высокие значения коэффициента корреляции свидетельствуют об общей тенденции к случайному распределению ROH сегментов в 28 хромосомах кур. Хромосома 16 – исключение из общей закономерности.

Средний коэффициент инбридинга у кур породы ЧЗ равен 0,34 ± 0,03. Такой результат может быть следствием малочисленности ЧЗ популяции кур, сохраняемой в генетической коллекции редких и исчезающих пород ВНИИГРЖ. Для сравнения средний коэффициент инбридинга у других пород из коллекции ВНИИГРЖ: Амрокс – 0,105 ± 0,009, Брама палевая – 0,167 ± 0,015, Корниш белый – 0,055 ± 0,007, Леггорн светло-коричневый – 0,167 ± 0,011, Пушкинская – 0,112 ± 0,009, Русская белая – 0,307 ± 0,014, Суссекс светлый – 0,127 ± 0,003. [5]

В хромосомах GGA2, GGA3, GGA9 и GGA22 были найдены четыре ROH островка. Их длина (93…403 т.п.н.) характерна для многих пород кур. [19, 21]

В хромосоме GGA2 в районе 143452130 ... 143696199 п.н. расположен ROH островок, включающий ген альфа последовательность коллагена типа XXII (COL22A1). Наибольшая транскрипционная активность этого гена обнаружена в проксимальной передней конечности, TPM = 36, коже – 32 и сетчатке глаз, TPM = 37. [7] Он был ассоциирован с целостностью тканей и клеточной адгезией. Считают, что у людей мутации в гене COL22A1 могут приводить к фиброзу легких и кожи. [22]

В хромосоме GGA3 (район 61542241 ... 61634781 п.н.) есть ROH островок, включающий ген TBC1 домен член семейства 32 (TBC1D32). Наибольшая транскрипционная активность обнаружена в мозге, ТРМ = 24, семенниках – 27, сетчатке глаз – 37, эмбрионе – 37 и голени, ТРМ = 37. [6] У ресурсных кур в F2 поколении ген TBC1D32 был ассоциирован с весом сумки Фабрициуса. [18]

Еще один ген ENS1 (другое название ядерный сигнал 1 для эндоплазматического ретикулума (ERNI)) тоже находится в этом ROH островке. Установлено, что он экспрессирует в эмбриональных яичниках и семенниках кур, а также в эмбриональных стволовых клетках. По мере дифференцировки стволовых клеток экспрессия гена ENS1 уменьшается. [9]

В хромосоме GGA9 (17727833…17952104 п.н.) расположен ROH островок с геном Х-сцепленный рецептор 1 трансдукции бета 1 (TBL1XR1). Наибольшая транскрипционная активность гена обнаружена в сумке Фабрициуса, ТРМ = 118 и голени, ТРМ = 77. [7] У кур породы Ghana он был ассоциирован с иммунным ответом на заражение вирусом болезни Ньюкасла. [20] У человека ген TBL1XR1 связан с множественными нарушениями развития и несколькими неврологическими проявлениями. [11]

В хромосоме GGA22 (454878…516797 п.н.) найден ROH островок, включающий несколько генов. Один из них переносчик растворенного вещества семейства 23, члена 2 (SLC23A2) – трансмембранный транспортер. Он максимально транскрибируется в мозге, ТРМ = 146, сетчатке глаз – 106 и голени, ТРМ = 122. [7] Известно, что ген SLC23A2 влияет на пигментацию пера у китайских пород кур. [8]

Другой ген Ras ассоциированный домен, член семейства 2 (RASSF2) максимально транскрибируется в коже, ТРМ = 177, селезенке – 195 и сумке Фабрициуса, ТРМ = 184. Этот ген у человека – супрессор рака легкого, у мышей – регулирует дифференцировку остеобластов и остеокластов, ингибируя передачу сигналов NF-κB. [3, 17]

Еще один ген прионный белок (PRNP) расположен в этом ROH островке. Его максимальная транскрипционная активность наблюдается в мозжечке, ТРМ = 752. Прионные заболевания были зарегистрированы у нескольких млекопитающих-хозяев, но у кур обнаружена устойчивость к экспериментальной прионной инфекции. Установлено, что у перепела ген PRNP регулирует деградацию нейронов. [10]

Неклассические гены теплового шока служат для защиты клеток от вредных стрессов. Ген проминин 2 (PROM2) участвует в регуляции таких генов у мышей и кур. [6] Его максимальная транскрипционная активность наблюдается в фолликулах, ТРМ = 293. Еще один ген в этом ROH островке – дигидропиримидиназа 2 (DPYSL2), участвует в формировании ожирения у кур. [2] Его максимальная транскрипция в мозге, ТРМ = 1250.

ROH островки можно рассматривать как индикаторы обусловленного селекцией инбридинга. У кур породы ЧЗ находятся гены ответственные за иммунитет (TBL1XR1), вес сумки Фабрициуса (TBC1D32), ожирение (DPYSL2), пигментацию пера (SLC23A2), регуляцию «хит шоковых» генов (PROM2) и деградацию нейронов (PRNP). Таким образом, перечисленные выше признаки были затронуты селекцией у кур породы ЧЗ. Исходя из данных в опубликованных статьях, ROH островки у кур других пород не совпадают по локализации с найденными в нашем исследовании, что свидетельствует об их уникальности для Чешской Золотистой породы кур.

Выводы. В геноме кур породы ЧЗ выявлены ROH сегменты. Среднее количество ROH на курицу – 143 ± 8. Установлена тенденция случайного распределения ROH сегментов в хромосомах кур. Коэффициент инбридинга, вычисленный исходя из ROH данных, оказался высоким (0,34 ± 0,03), по сравнению с другими породами, сохраняемыми в коллекции ВНИИГРЖ. В хромосомах кур GGA2, GGA3, GGA9 и GGA22 обнаружены ROH островки. Гены, локализованные в них, участвуют в иммунитете, деградации нейронов, степени ожирения птицы и пигментации пера.

×

About the authors

M. G. Smaragdov

Russian Research Institute of Farm Animal Genetics and Breeding – Branch of the l.K. Ernst Federal Science Center for Animal Husbandry

Author for correspondence.
Email: spbvniigen@mail.ru

PhD in Biological Sciences

Russian Federation, St. Petersburg

References

  1. Biscarini F., Cozy P., Gaspa G., Maras G. detectRUNS: An R package to detect runs of homozygosity and heterozygosity in diploid genomes. CRAN (The Compr. R Arch. Network, 2019).
  2. Byerly M.S., Simon J., Cogburn L.A. et al. Transcriptional profiling of hypothalamus during development of adiposity in genetically selected fat and lean chickens // Physiol. Genomics. 2010. Vol. 42 (2). P. 157–167. https://doi: 10.1152/physiolgenomics.00029.2010
  3. Cooper W.N., Dickinson R.E., Dallol A. et al. Epigenetic regulation of the ras effector/tumour suppressor RASSF2 in breast and lung cancer // Oncogene. 2008. Vol. 27 (12). P. 1805–1811. https://doi: 10.1038/sj.onc.1210805
  4. Cunningham F., Allen J.E., Allen J. et al. Ensembl // Nucleic Acids Res.2022. Vol. 50 (1). Article D988-D995. 10.1093/nar/gkab1049' target='_blank'>https://doi: 10.1093/nar/gkab1049
  5. Dementieva N.V., Kudinov A.A., Larkina T.A. et al. Genetic Variability in Local and Imported Germplasm Chicken Populations as Revealed by Analyzing Runs of Homozygosity // Animals. 2020. Vol. 10 (10). Article 1887. https://doi.org/10.3390/ani10101887
  6. Fujimoto M., Nakai A. The heat shock factor family and adaptation to proteotoxic stress // FEBS J. 2010. Vol. 277. P. 4112–4125. 10.1111/j.1742-4658.2010.07827.x' target='_blank'>https://doi: 10.1111/j.1742-4658.2010.07827.x
  7. Fu W., Wang R., Xu N. Galbase: a comprehensive repository for integrating chicken multi-omics data // BMC Genomics. 2022. Vol. 23 (1). Article 364. https://doi: 10.1186/s12864-022-08598-2
  8. Huang X., Otecko N.O., Peng M. et al. Genome-wide genetic structure and selection signatures for color in 10 traditional Chinese yellow-feathered chicken breeds // BMC Genomics. 2020. Vol. 21. Article 316. https://doi.org/10.1186/s12864-020-6736-4
  9. Intarapat S., Stern C.D. Sexually dimorphic and sex-independent left-right asymmetries in chicken embryonic gonads // PloS ONE. 2013. Vol. 8. Article e69893. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0069893
  10. Kim Y., Kim Y.C., Jeong B.H. et al. Novel Single Nucleotide Polymorphisms (SNPs) and Genetic Features of the Prion Protein Gene (PRNP) in Quail (Coturnix japonica) // Front. Vet. Sci. 2022. Vol. 9. Article 870735. https://doi: 10.3389/fvets.2022.870735
  11. Mastrototaro G., Zaghi M., Massimino L. et al. TBL1XR1 Ensures Balanced Neural Development Through NCOR Complex-Mediated Regulation of the MAPK Pathway // Front. Cell Dev. Biol. 2021. Vol. 9. Article 641410. https://doi: 10.3389/fcell.2021.641410
  12. Megens H.J., Crooijmans R.P., Bastiaansen J.W. et al. Comparison of linkage disequilibrium and haplotype diversity on macro- and microchromosomes in chicken // BMC Genetics. 2009. Vol. 10. Article 86. https://doi.org/10.1186/1471-2156-10-86
  13. Miller M.M., Taylor R.L. Brief review of the chicken Major Histocompatibility Complex: the genes, their distribution on chromosome 16, and their contributions to disease esistance // Poultry Sci. 2016. Vol. 95 (2). P. 375–392. https://doi.org/10.3382/ps/pev379
  14. Peripolli E., Munari D., Silva M. et al. Runs of homozygosity: current knowledge and applications in livestock // Anim. Genet. 2016. Vol. 48 (3). P. 255–271. https://doi 10.1111/age.12526
  15. Purcell S., Neale B., Todd-Brown K. et al. PLINK: A tool set for whole-genome association and population-based linkage analyses // Am. J. Hum. Genet. 2007. Vol. 81. P. 559–575. https://doi: 10.1086/519795
  16. Smaragdov M.G. Identification of homozygosity-rich regions in the Holstein genome // Vavilov Journal of Genetics and Breeding. 2023. Vol. 27 (5). P. 471–479. https://doi.10.18699/VJGB-23-57
  17. Song H., Kim H., Lee K. et al. Ablation of Rassf2 induces bone defects and subsequent haematopoietic anomalies in mice // EMBO J. 2012. Vol. 31 (5). P. 1147–1159. https://doi.org/10.1038/emboj.2011.480
  18. Sun Y., Li Q., Hu Y. Genomewide association study of immune traits in chicken F2 resource population // J. Anim. Breed. Genet. 2016. Vol. 133 (3). P. 197–206. https://doi.org/10.1111/jbg.12186
  19. Tian S., Tang W., Zhong Z. Identification of Runs of Homozygosity Islands and Functional Variants in Wenchang Chicken // Animals 2023. Vol. 13 (10). Article 1645. https://doi.org/10.3390/ani13101645
  20. Walugembe M., Amuzu-Aweh E.N., Botchway P.K. et al. Genetic Basis of Response of Ghanaian Local Chickens to Infection with a Lentogenic Newcastle Disease Virus // Front. Genet. 2020. Vol. 11. Article 739. https://doi.org/10.3389/fgene.2020.00739
  21. Wang H., Wang Q., Tan X. et al. Estimation of genetic variability and identification of regions under selection based on runs of homozygosity in Beijing-You Chickens // Poultry Sci. 2023. Vol. 102 (2). Article 102342. https://doi.org/10.1016/j.psj.2022.102342
  22. Watanabe T., Baker Frost D.A., Mlakar L. A Human Skin Model Recapitulates Systemic Sclerosis Dermal Fibrosis and Identifies COL22A1 as a TGF_ Early Response Gene that Mediates Fibroblast to Myofibroblast Transition // Genes 2019. Vol. 10. Article 75. 10.3390/genes10020075' target='_blank'>https://doi: 10.3390/genes10020075

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
2. Distribution of chickens by the ratio of total length and number of ROH segments

Download (350KB)

Copyright (c) 2024 Russian Academy of Sciences

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.